Análisis e interpretación del hemograma en analizadores hematológicos de 5-partes. Parte 1

Bioq. María Verónica Negrussi
veronica.negrussi@wiener-lab.com
Product Team – Wiener Laboratorios SAIC, Rosario – Argentina

 


¿Cuáles son las claves para una correcta interpretación de los resultados informados por los analizadores hematológicos de 5-partes?
En primer lugar, se debe comprender la tecnología del analizador, es decir, cómo obtiene la información que proporciona: ¿cómo se genera?, ¿de dónde proviene?
Además, se debe conocer dónde se observan las alarmas, por qué se generan y qué significa cada una de ellas, tener conocimiento acerca del software y manejo adecuado de cada una de las pantallas.
No siempre es necesario revisar el frotis. Es aconsejable desarrollar árboles de decisión y mapas que se puedan utilizar para decidir si se liberan o no automáticamente los resultados de los diferenciales, recuentos de plaquetas, y demás parámetros, o si se procede a la revisión manual. También, puede ser útil la búsqueda de patrones entre los dispersogramas y lo observado al microscopio; esto ayudará a la toma de decisiones.

Por supuesto, debe tenerse presente qué es importante para aportar al diagnóstico médico, ¿es en verdad clínicamente significativo?, ¿cómo va a influenciar el resultado en la decisión acerca de qué hacer con el paciente?

Una buena integración en la observación de las alarmas, los resultados numéricos y la interpretación de los gráficos, va a ser la clave para un correcto análisis del hemograma y una mejor aproximación al diagnóstico.

Analizadores de 5-partes
Características
La característica que identifica a los analizadores hematológicos de 5-partes, es que proporcionan resultados sobre las 5 poblaciones celulares de leucocitos (WBC), además, ofrecen información más detallada y específica sobre posibles alteraciones de las células, orientando con mayor claridad respecto al significado clínico de los indicadores.
Mientras que los analizadores de 3-partes, sólo diferencian tres poblaciones de WBC: granulocitos neutrófilos, linfocitos y células medias, incluyendo en ellas, basófilos, eosinófilos y monocitos, sin poder diferenciarlos entre sí. Además, los resultados sobre linfocitos y neutrófilos se ven fácilmente afectados por células anormales y el histograma de WBC no puede arrojar indicadores específicos para distintos casos clínicos.

Tecnología: Principios de medición
La tecnología empleada por los analizadores varía dependiendo del fabricante y de las patentes empleadas en cada modelo. Counter 29 utiliza los siguientes principios de medición:
1) Impedancia eléctrica para el recuento de eritrocitos (RBC) y plaquetas (PLT).
2) Método colorimétrico para la determinación de hemoglobina (HGB).
3) Citometría de flujo, dispersión por láser en tres ángulos y tinción química para el recuento de leucocitos (WBC) y el diferencial de 5 partes.

1) Método de impedancia eléctrica
Este método se basa en la medición de cambios que provoca una partícula en la resistencia eléctrica; la partícula, en este caso, es una célula sanguínea que se encuentra en suspensión en un diluyente conductor que pasa a través de una abertura de dimensiones conocidas. Se sumerge un electrodo en el líquido a ambos lados de la abertura para crear un campo eléctrico. Cuando las partículas pasan a través de la abertura, se produce un cambio transitorio en la resistencia existente entre los electrodos. Este cambio da lugar a un impulso eléctrico mensurable. El número de impulsos generados indica el número de partículas que pasan a través de la abertura. La amplitud de cada impulso es proporcional al volumen de cada partícula.

Cada impulso se amplifica y se compara con el canal de tensión de referencia interno, que sólo admite impulsos de una amplitud determinada. Si el impulso generado es superior al umbral inferior de RBC/PLT, se cuenta como un RBC/PLT. El analizador presenta el histograma RBC/PLT, cuyo eje X representa el volumen celular (fl) y el eje Y representa la cantidad de células.

2) Método colorimétrico
La dilución de WBC/HGB se administra al baño de HGB donde se mezcla con burbujas y con una determinada cantidad de lisante, que convierte la hemoglobina en un complejo de hemoglobina que se mide en 530 nm. En un lado del baño se coloca un LED que emite un rayo de luz monocromática, cuya longitud de onda central es de 530 nm. La luz que pasa a través de la muestra es detectada por un sensor óptico colocado en el lado opuesto. A continuación, esta señal es amplificada, luego medida y comparada con la lectura de referencia del blanco (lecturas realizadas cuando sólo hay diluyente en el baño). La concentración de hemoglobina es calculada por el analizador de forma automática.

3) Citometría de flujo por láser – Tinción química
Después que un volumen predeterminado de sangre se haya aspirado y diluido con cierta cantidad de reactivo, la sangre se inyecta en la cubeta de flujo. Rodeadas por este fluido envolvente (diluyente), las células sanguíneas pasan por el centro de la cubeta de flujo en una única columna a velocidades muy altas. Cuando las células suspendidas en el diluyente pasan por la cubeta, se exponen al rayo de luz. La intensidad de la dispersión de la luz refleja el tamaño de la célula y la densidad intracelular. Una luz dispersa con un ángulo bajo, de 1 a 4°, refleja el tamaño de la célula, la dispersión con un ángulo medio, de 6 a 20° informa sobre la densidad y complejidad intracelular (tamaño y densidad del núcleo), y en un ángulo elevado, de 22 a 42°, da información respecto a la granularidad.

El detector óptico recibe este foco de luz y la transforma en impulsos eléctricos. Los datos de los impulsos recogidos se pueden utilizar para trazar una distribución tridimensional o diagrama de dispersión.

Con el agregado de uno de los lisantes, y por el método de tinción química, los gránulos de los eosinófilos adquieren mayor relevancia, y producen la desviación del láser en el mayor ángulo, haciendo posible la diferenciación de las cuatro poblaciones: linfocitos, monocitos, granulocitos neutrófilos y eosinófilos.

Como puede verse en el diagrama de dispersión (Figura 1), en el eje vertical (LAS) tendremos la información del tamaño y en el eje horizontal (MAS) la información de la complejidad interna de la célula.

La población en color verde, en el sector inferior izquierdo del gráfico, corresponde a linfocitos, que son pequeños y tienen una menor complejidad interna.

La población que se encuentra sobre los linfocitos, en color rosa, corresponde a los monocitos, de mayor tamaño y una estructura interna algo más compleja.

En celeste, se encuentran los neutrófilos, que tienen alta complejidad interna y un tamaño intermedio entre los linfocitos y los monocitos, y finalmente la población en rojo corresponde a los eosinófilos, que tienen tamaño intermedio, pero mayor complejidad interna y una intensa granularidad.

La separación entre neutrófilos y eosinófilos se observa con mejor detalle a través de dos diagramas auxiliares que ofrece el analizador (Figura 2), en uno de ellos se grafica en el eje vertical el ángulo medio (MAS) y en el eje horizontal, el ángulo más elevado (WAS), y en otro, el ángulo bajo (LAS) en el eje vertical y el mayor (WAS) en el horizontal. Esta dispersión en tres ángulos, mejora la calidad del resultado en muestras con eosinofilia.

Por último, respecto a los basófilos (Figura 3), en el caso de Counter 29, son obtenidos en un canal separado, dedicado para basófilo y recuento total de WBC, también por el método óptico, por tinción química, y citometría de flujo por dispersión láser. Esto ofrece una mejor performance respecto al método tradicional de impedancia o través de cálculos, empleados en otros modelos de analizadores de 5-partes.

En el diagrama de dispersión (Figura 4), es posible observar la distribución de las poblaciones de células anormales: ALY (linfocitos atípicos) y LIC (células inmaduras grandes).
Por encima y hacia la derecha de la localización de los linfocitos, se ubican los linfocitos anormales/atípicos, porque estas células tienen, en general, mayor complejidad.

En la posición por encima de los neutrófilos maduros, se pueden localizar a las células inmaduras, de mayor tamaño y complejidad.

A modo de resumen, en el Equema 1, se listan los distintos canales y tecnologías empleadas por Counter 29 para cada uno de los parámetros informados con sus respectivos gráficos.
Mensajes y alarmas respecto al número y morfología de las poblaciones celulares Counter 29 informa acerca de posibles alteraciones en las poblaciones celulares, ya sea morfológicas o cuantitativas.

Algunas de ellas son configuradas por el usuario, como los valores de referencia, y otras, como los mensajes de RBC, PLT y WBC, y demás indicaciones que están ligadas a los gráficos, son establecidas por el fabricante.

1) Alarmas A (alto) o B (bajo), indican que el resultado numérico se encuentra por encima o debajo de los valores de referencia seteados por el usuario.

2) Indicador “R” en el resultado numérico. Señala que la muestra requiere revisión debido a alteraciones observadas en los gráficos.

3) Mensajes de WBC, RBC y PLT, tales como: ¿WBC Anormal, Cél. inmaduras?, ¿Distribución anormal de RBC?, Anemia, Interferencias/HGB, Anormal distribución de PLT, entre otros. Según las necesidades del usuario, es posible configurar la sensibilidad de algunas de estas alarmas.
Muestra normal

En el Gráfico 1, se ve el resultado del hemograma informado por el analizador para una muestra de un paciente sano. En la misma pantalla se pueden observar los resultados numéricos y gráficos.

En el Gráfico 2, con el informe del examen microscópico, se confirma claramente la correlación con el analizador.